ПРОНИЦАЕМОСТЬ ЭПИТЕЛИАЛЬНОГО БАРЬЕРА КИШКИ: КРИТЕРИИ ОЦЕНКИ, РОЛЬ В ПАТОГЕНЕЗЕ ЦЕЛИАКИИ

Елена Юрьевна  Калинина; Валерия Павловна Новикова

doi:10.56871/CmN-W.2024.77.19.008

Елена Юрьевна Калинина Санкт-Петербургский государственный педиатрический медицинский университет. 194100, Российская Федерация, г. Санкт-Петербург, ул. Литовская, д. 2 https://orcid.org/0000-0001-7077-3584
Валерия Павловна Новикова Санкт-Петербургский государственный педиатрический медицинский университет. 194100, Российская Федерация, г. Санкт-Петербург, ул. Литовская, д. 2

DOI: https://doi.org/10.56871/CmN-W.2024.77.19.008

Ключевые слова: клаудин, зонулин, конфокальная лазерная эндомикроскопия, эпителиальный барьер, кишечная проницаемость, целиакия

Аннотация

Основными структурами, отвечающими за поддержание целостности кишечного барьера, являются плотные контакты. Доказательства их роли получены с помощъю электронной микроскопии и электрофизиологии. Новым и перспективным прямым методом оценки барьерной функции кишечника является конфокальная лазерная эндомикроскопия. Растет интерес к косвенной оценке целостности слизистой оболочки с помощью потенциальных биомаркеров. Изучают уровни зонулина в стуле и в сыворотке крови, уровни клаудинов в крови при различных заболеваниях. В статье отражены литературные данные об исследованиях, посвященных изучению возможности неинвазивных методов оценки состояния эпителиального барьера при диагностике целиакии и контроля за соблюдением безглютеновой диеты пациентом. Несмотря на большое количество исследований, демонстрирующих повышенную проницаемость кишечника при целиакии, актуальным остается вопрос о месте в патогенезе целиакии дисфункции эпителиального барьера тонкой кишки. Вопрос о том, является ли дисфункция барьера первичной или следствием самой целиакии, все еще не решен.

Литература

Vanuytsel T., Tack J., Farre R. The Role of Intestinal Permeability in Gastrointestinal Disorders and Current Methods of Evaluation. Front Nutr. 2021;8:717925. DOI: 10.3389/fnut.2021.717925.

Buchner A.M. Confocal laser endomicroscopy in the evaluation of inflammatory Bowel disease. Inflamm Bowel Dis. 2019;25:1302–1312. DOI: 10.1093/ibd/izz021.

Chang J., Ip M., Yang M., Wong B., Power T., Lin L. et al. The learning curve, interobserver, and intraobserver agreement of endoscopic confocal laser endomicroscopy in the assessment of mucosal barrier defects. Gastrointest Endosc. 2016;83:785–791. DOI: 10.1016/j.gie.2015.08.045.

Chang J., Leong R.W., Wasinger V.C., Ip M., Yang M., Phan T.G. Impaired intestinal permeability contributes to ongoing bowel symptoms in patients with inflammatory bowel disease and mucosal healing. Gastroenterology. 2017;153:723–731. DOI: 10.1053/j.gastro.2017.05.056.

Queneherve L., David G., Bourreille A., Hardouin J.B., Rahmi G., Neunlist M. et al. Quantitative assessment of mucosal architecture using computer-based analysis of confocal laser endomicroscopy in inflammatory bowel diseases. Gastrointest Endosc. 2019;89:626–636. DOI: 10.1016/j.gie.2018.08.006.

Farre R., Vicario M. Abnormal barrier function in gastrointestinal disorders. Handb Exp Pharmacol. 2017;239:193–217. DOI: 10.1007/164.2016.107.

Хавкин А.И., Богданова Н.М., Новикова В.П., Юдина Д.В. Зонулин: физиологическое и клиническое значение в перинатальном периоде. Вопросы гинекологии, акушерства и перинатологии. 2020;19(5):132–139. DOI: 10.20953/1726-1678-2020-5-132-139.

Łoniewska B., Węgrzyn D., Adamek K., Kaczmarczyk M., Skonieczna-Żydecka K., Adler G. et al. The Influence of Maternal-Foetal Parameters on Concentrations of Zonulin and Calprotectin in the Blood and Stool of Healthy Newborns during the First Seven Days of Life. An Observational Prospective Cohort Study. J Clin Med. 2019;8(4):473. DOI: 10.3390/jcm8040473.

Хавкин А.И. Богданова Н.М., Новикова В.П. Биологическая роль зонулина и эффективность его использования в качестве биомаркера синдрома повышенной кишечной проницаемости. Российский вестник перинатологии и педиатрии. 2021;66(1):31–38. DOI: 10.21508/1027-4065-2021-66-1-31-38.

Linsalata M., Riezzo G., D’Attoma B., Clemente C., Orlando A., Russo F. Noninvasive biomarkers of gut barrier function identify two subtypes of patients suffering from diarrhoea predominant-IBS: a case-control study. BMC Gastroenterol. 2018;18(1):167. DOI: 10.1186/s12876-018-0888-6.

Wegh C.A.M., de Roos N.M., Hovenier R., Meijerink J., Besseling-van der Vaart I. et al. Intestinal Permeability Measured by Urinary Sucrose Excretion Correlates with Serum Zonulin and Faecal Calprotectin Concentrations in UC Patients in Remission. J Nutr Metab. 2019;2019:2472754. DOI: 10.1155/2019/2472754.

DaFonte T.M., Valitutti F., Kenyon V., Locascio J.J., Montuori M., Francavilla R., Passaro T., Crocco M., Norsa L., Piemontese P., Baldassarre M., Fasano A., Leonard M.M. CD-GEMM Study Group. Zonulin as a Biomarker for the Development of Celiac Disease. Pediatrics. 2024;153(1):e2023063050. DOI: 10.1542/peds.2023-063050.

Martínez Gallego M.Á., Crespo Sánchez M.G., Serrano Olmedo M.G., Buño Soto A., Álvarez Casasempere S., Nozal P., Martínez-Ojinaga E., Molina Arias M., Losantos-García I., Molero-Luis M. Trends in Faecal Zonulin Concentrations in Paediatric Patients with Celiac Disease at Baseline and on a Gluten-Free Diet: Exploring Correlations with Other Faecal Biomarkers. Nutrients. 2024;16(5):684. DOI: 10.3390/nu16050684.

Slifer Z.M., Krishnan B.R., Madan J., Blikslager A.T. Larazotide acetate: a pharmacological peptide approach to tight junction regulation. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 2021;320(6):G983–G989. DOI: 10.1152/ajpgi.00386.2020.

Paterson B.M., Lammers K.M., Arrieta M.C., Fasano A., Meddings J.B. The safety, tolerance, pharmacokinetic and pharmacodynamic effects of single doses of AT-1001 in coeliac disease subjects: a proof of concept study. Aliment Pharmacol Ther. 2007;26:757–766. DOI: 10.1111/j.1365-2036.2007.03413.x.

Kivelä L., Caminero A., Leffler D.A., Pinto-Sanchez M.I., Tye-Din J.A., Lindfors K. Current and emerging therapies for coeliac disease. Nat Rev Gastroenterol Hepatol. 2021;18:181–195. DOI: 10.1038/s41575-020-00378-1.

Barrett K.E. Claudin-2 pore causes leak that breaches the dam in intestinal inflammation. J Clin Invest. 2020;130(10):5100–5101. DOI: 10.1172/JCI140528.

Garcia-Hernandez V., Quiros M., Nusrat A. Intestinal epithelial claudins: Expression and regulation in homeostasis and inflammation. Ann NY Acad Sci. 2017;1397:66–79. DOI: 10.1111/nyas.13360.

Luettig J., Rosenthal R., Barmeyer C. et al. Claudin-2 as a mediator of leaky gut barrier during intestinal inflammation. Tissue Barriers. 2015;3(1–2):e977176. DOI: 10.4161/21688370.2014.977176.

Schumann M., Gunzel D., Buergel N. et al. Cell polarity-determining proteins Par-3 and PP-1 are involved in epithelial tight junction defects in coeliac disease. Gut 2012;61(2):220–228. DOI: 10.1136/gutjnl-2011-300123.

Szakal D.N., Gyorffy H., Arato A. et al. Mucosal expression of claudins 2, 3 and 4 in proximal and distal part of duodenum in children with coeliac disease. Virchows Arch. 2010;456(3):245–250. DOI: 10.1007/s00428-009-0879-7.

Schumann M., Siegmund B., Schulzke J.D., Fromm M. Celiac Disease: Role of the Epithelial Barrier. Cell Mol. Gastroenterol. Hepatol. 2017;3:150–162. DOI: 10.1016/j.jcmgh.2016.12.006.

van Elburg R.M., Uil J.J., Mulder C.J., Heymans H.S. Intestinal permeability in patients with coeliac disease and relatives of patients with coeliac disease. Gut. 1993;34:354–357. DOI: 10.1136/gut.34.3.354.

Kumar V., Gutierrez-Achury J., Kanduri K., Almeida R., Hrdlickova B., Zhernakova D.V., Westra H.J., Karjalainen J., Ricano-Ponce I., Li Y. et al. Systematic annotation of celiac disease loci refines pathological pathways and suggests a genetic explanation for increased interferon-gamma levels. Hum Mol Genet. 2015;24:397–409. DOI: 10.1093/hmg/ddu453.

Cardoso-Silva D., Delbue D., Itzlinger A., Moerkens R., Withoff S., Branchi F., Schumann M. Intestinal Barrier Function in Gluten-Related Disorders. Nutrients. 2019;11:2325. DOI: 10.3390/nu11102325.

Matysiak-Budnik T., Moura I.C., Arcos-Fajardo M., Lebreton C., Menard S., Candalh C., Ben-Khalifa K., Dugave C., Tamouza H., van Niel G. et al. Secretory IgA mediates retrotranscytosis of intact gliadin peptides via the transferrin receptor in celiac disease. J Exp Med. 2008;205:143–154. DOI: 10.1084/jem.20071204.

Menard S., Lebreton C., Schumann M., Matysiak-Budnik T., Dugave C., Bouhnik Y., Malamut G., Cellier C., Allez M., Crenn P. et al. Paracellular versus transcellular intestinal permeability to gliadin peptides in active celiac disease. Am J Pathol. 2012;180:608–615. DOI: 10.1016/j.ajpath.2011.10.019.

Schumann M., Richter J.F., Wedell I., Moos V., Zimmermann-Kordmann M., Schneider T., Daum S., Zeitz M., Fromm M., Schulzke J.D. Mechanisms of epithelial translocation of the alpha(2)-gliadin-33mer in coeliac sprue. Gut. 2008;57:747–754. DOI: 10.1136/gut.2007.136366.

Delbue D., Cardoso-Silva D., Branchi F., Itzlinger A., Letizia M., Siegmund B., Schumann M. Celiac Disease Monocytes Induce a Barrier Defect in Intestinal Epithelial Cells. Int J Mol Sci. 2019;20(22):5597. DOI: 10.3390/ijms20225597.